CAMINOS DANIEL ALBERTO
Congresos y reuniones científicas
Título:
Síntesis de Porfirinas Sustituidas con Grupos Amino
Autor/es:
DANIEL A. CAMINOS; EDGARDO N. DURANTINI
Lugar:
Olavarría, Provincia de Buenos Aires
Reunión:
Congreso; XXV CONGRESO ARGENTINO DE QUÍMICA ?Dr. Eduardo Bottani?; 2004
Institución organizadora:
Asociacion de Quimica Argentina
Resumen:

Las porfirinas y sus derivados presentan importantes aplicaciones como agentes antibacterianos. Se ha demostrado que moléculas derivadas de la porfirina tienen la propiedad de inactivar cultivos bacterianos mediante acción fotodinámica (PDT) [[i],[ii]]. Esta metodología consiste en la administración de un agente fotosensibilizador, el cual es incorporado por las bacterias. La posterior iluminación de los cultivos con luz visible conduce a la muerte de las células bacterianas [[iii]]. Básicamente dos tipos de mecanismos pueden ocurrir después de la fotoactivación de la porfirina, una de estas reacciones involucra la generación de radicales libres (tipo I) y la otra la generación de oxígeno molecular singlete O2(1D2) (tipo II) [[iv]]. Se ha encontrado que las porfirinas con sustituyentes neutros y aniónicos son eficaces frente a bacterias Gram positivas [1], pero frente a bacterias Gram negativa, solo tienen efecto con el agregado de un agente que destruye la pared celular y permite el ingreso del sensibilizador [[v]]. Mientras que las porfirinas catiónicas inactivan cultivos de ambos tipos de bacterias (Gram positivas y negativas) [3,[vi],[vii]]. El mayor carácter anfifílico y la interacción con los grupos aniónicos de las membranas biológicas le permite ingresar a la célula o adherirse a la membrana con mayor eficiencia [[viii],[ix]].

            El objetivo del trabajo fue sintetizar una serie de porfirinas con dos grupos de sustituyentes, uno lipofílico y otro con una carga positiva. Para ello se obtuvo un dipirrometano conteniendo una amina terciaria, el cual es precursor de grupos catiónicos. Esta metodología permite obtener distintos patrones de sustitución de porfirinas con distinta capacidad anfifílica. Luego por medio de una reacción de metilación se forma la amina cuaternaria que le da el carácter positivo a la porfirina [4]. La localización de la amina lejos del anillo de la porfirina evitaría que se modifiquen las propiedades fotofísicas del anillo, además de aumentar el carácter anfifílico de la molécula. Estos sensibilizadores podrían mejorar las interacciones con la membrana debido a la mayor movilidad de los grupos con cargas positivas, en comparación con las estructuras rígidas de porfirinas con cargas directamente unidas al macrociclo tetrapirrólico.

Conclusiones

La síntesis de las porfirinas se dificulta cuando los sustituyentes del macrociclo incluyen grupos básicos como las amina. La amina presente en el aldehído usado para la formación del dipirrometano o la porfirina misma, consume el catalizador ácido (TFA), disminuyendo el progreso de la reacción, incluso impidiendo la formación de productos cuando se trabaja con las condiciones normalmente usadas. El agregado de un exceso del ácido permite que se forme la porfirina, pero lleva también a la ruptura del dipirrometano (acidólisis), lo cual disminuye los rendimientos y conduce a la formación de una mezcla de porfirinas y genera gran cantidad de productos colaterales que entorpecen la purificación. Para optimizar las condiciones de síntesis se debe utilizar una concentración del catalizador que de mejores rendimientos y produzca la menor ruptura del dipirrometano. La cantidad de TFA apropiada debe ser tal que una parte neutralice la basicidad de la amina, mientras que un ligero exceso actuaría como catalizador de la condensación. Finalmente la reacción de metilación transcurre con rendimientos elevados (95-98%). Estos sensibilizadores presentan características estructurales con potencial uso en la inactivación de bacterias mediante PDT.

Referencias



[[i]] Taylor P W, Luzio P Drug Discovery Today 7, 21, 2002.

[[ii]] Nitzan Y, Ashkenazy H Photochem Photobiol 69, 505, 1999.

[[iii]] Merchat M, Bertolini G, Giacomini P, Villanueva A & Jori G Photochem Photobiol B: Biol 32, 153, 1996.

[[iv]] Milanesio M E, Alvarez M G, Silber J, Rivarola V, Durantini E N Photochem. Photobiol. Sci. 2, 926, 2003.

[[v]] Nitzan Y, Gutterman M, Malik Z Ehrenberg B Photochem Photobiol 55, 89, 1992.

[[vi]] Minnock A, Vernoon DI, Schofield J Griffiths J, Parish JH, Brown SB . Photochem Photobiol 32, 159, 1996.

[[vii]] Nitzan Y & Asquenazí H. Current microbiol. 42, 408, 2001.

[[viii]] Malik Z, Babuskin T, Sher S, Hanania J, Ladan H, Nitzan Y & Salzberg S J. Biochem. 25,1399, 1993.

[[ix]] Nitzan Y, Dror R, Ladan H, Malik Z, Kimel S & Gottfried V Photochem Photobiol 62, 342, 1995.

[[x]]Durantini E N, Silber J. Synth. Comm. 29, 3353, 1999.

[[xi]] Gryko D T & Tasior M Tetrahedron Lett. 44, 3317, 2003.

[[xii]] Gryko D &. Lindsey J S J. Org. Chem. 65, 2249, 2000.